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Propriétés des chromosomes satellites

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J'ai quelques questions concernant les chromosomes satellites qui n'ont pas pu être résolues par une recherche google.

  1. Le satellite est-il constitué de séquences télomériques ?

  2. Sinon, quelle est la fonction d'un satellite ? Et où seront présentes les séquences télomériques - dans le corps principal ? Sur la constriction secondaire ?

  3. Les chromosomes satellites sont également connus sous le nom de chromosome SAT, qui signifie Sino Acid Thymidine. J'ai lu dans certaines sources que SAT signifie sans thymidine. Mais comment est-ce possible, s'il y a A alors évidemment il doit y avoir T ? (en ADNdb)


Si par "chromosomes satellites" vous entendez "répétitions satellites", alors :

  1. Pas toujours. Il existe de nombreux types de satellites, tels que les satellites télomériques, centromériques (comme les satellites gamma, alpha, bêta), les répétitions simples (CT)n.
  2. C'est encore une question ouverte. Certains disent qu'ils sont importants pour la structure des chromosomes (par exemple, les centromères). Parfois, les satellites sont transcrits et peuvent agir comme des lncRNA. Et bien sûr, la plupart d'entre eux ne sont que de l'ADN indésirable.
  3. S'il y aTensuite il y aUNEtrop.

Éditer

  1. Les satellites contiennent des répétitions télomériques à leurs extrémités comme le font tous les chromosomes. Mais ils concernent davantage les répétitions NOR.

  2. Ils sont importants pour le fonctionnement du nucléole. Mais les bras courts des chromosomes acrocentriques ne sont pas cruciaux, prenons la translocation Robertsonienne comme exemple.


L'ADN, qui constitue le génome d'une cellule, est toujours emballé avec une variété de protéines et, ensemble, elles constituent les chromosomes. Un chromosome sert à compacter l'ADN et à le protéger des dommages, tout en permettant aux gènes qu'il contient d'être disponibles pour la transcription en ARN. En plus de ces fonctions, des fonctions supplémentaires sont nécessaires lorsque la cellule se divise. Avant la division cellulaire, l'ADN doit être copié et ces copies séparées (séparées) et livrées à différentes parties de la cellule, en veillant à ce que chacune des nouvelles cellules ne reçoive qu'une seule copie.

Pour assurer une ségrégation correcte, les chromosomes doivent avoir des composants distincts composés de séquences d'ADN spécifiques et de protéines associées. Chromosomes bactériens, (plasmides ) qui sont circulaires, ont un site unique à l'origine de la réplication de l'ADN, et la fixation à la membrane cellulaire entraîne une ségrégation. Les chromosomes bactériens artificiels (BAC) imitent cela en utilisant des séquences d'origine appropriées.

Dans les organismes avec plusieurs chromosomes linéaires (organismes eucaryotes), le processus est plus compliqué. Les extrémités des chromosomes doivent être protégées de la dégradation et des mécanismes que la cellule utilise pour se protéger contre l'ADN brisé. télomères , qui assurent ces fonctions, sont des matrices de séquences courtes et répétées avec des complexes de protéines spécifiques attachées. Pour assurer la ségrégation des complexes d'autres protéines, des séquences d'ADN appelées kinétochores se forment sur des sites appelés centromères . Ceux-ci contiennent des moteurs moléculaires, des systèmes pour surveiller la ségrégation correcte et des sites pour la fixation de microtubules . Les chromosomes contiendront une ou plusieurs origines de réplication.


Structure chromosomique

Avec différentes phases du cycle cellulaire, les changements de structure chromosomique ont lieu. Au moment de l'interphase, les chromosomes restent sous forme de fil fin de réseau, à savoir des fils de chromatine. Mais pendant la métaphase et l'anaphase, le contrat et se raccourcissent pour former des structures distinctes en forme de tige. Des chromatides distinctes en forme de bras formées de chromonèmes enroulés et de particules de protéines en forme de boutons appelées chromomères sont montrées par elles. Une constriction primaire connue sous le nom de centromère et une constriction secondaire présente dans certains chromosomes, qui est associée à la formation de nucléoles et pour cette raison elle est appelée organisateur de nucléole. Une partie de la chromatide peut être déprimée à partir de la constriction secondaire connue sous le nom de Satellite dépourvu d'acide nucléique.

L'étude de la structure chromosomique se fait principalement à partir de l'extrémité de la racine ou de l'extrémité de la pousse des plantes qui contient le tissu méristématique ou à partir des cellules mères du pollen des plantes et des tissus des glandes sexuelles et des W.B.C. chez les animaux.
Certaines structures chromosomiques que nous pouvons définir sous :

je) Constriction primaire ou centromérique : la région entaillée non colorée d'un chromosome contenant un centromère est connue sous le nom de constriction primaire ou centromérique.
Il apparaît comme une lacune dans le chromosome, mais à l'origine, il n'y a pas de pénurie de chromatine ici. Il est invisible en raison de sa propriété de ne pas tacher. Ils contiennent le centromère, qui est de position variable et confère diverses formes aux chromosomes au moment de la séparation anaphasique.
ii) Centromère: Le centromère est la structure chromomère sphérique au centre de la constriction primaire responsable de la fixation du chromosome à la fibre fusiforme. Normalement, la majorité des chromosomes ont un centromère, parfois les chromosomes peuvent se briser pour former des fragments antriques qui sont perdus lors de la division cellulaire. Dans la structure chromosomique, le centromère est le point où les deux bras du chromosome se rencontrent, il détermine la forme du chromosome. Les microtubules du fuseau s'attachent au centromère et la séparation anaphasique du chromosome est initiée.

Classification du chromosome sur la base de la position centromérique : -

une) Métacentrique: - Dans ce cas, le centromère se situe au centre du chromosome qui divise le chromosome en deux bras égaux.
b) Sous-métacentrique : - Dans ce cas le centremereoccursvery près du centre du chromosome le divisant en deux bras égaux.
c) Acrocentrique : - Ici, le centromère se trouve très près de l'extrémité terminale du chromosome formant un bras très long et un très court.
ré) Télocentrique : - Dans ce cas, le centromère est situé presque en position terminale sur un chromosome.
iii) Kinétochore : - Le disque protéique attaché aux chromomères centromériques auxquels les microtubules du fuseau sont joints s'appelle le kinétochore de la structure chromosomique. Ils se lient au microtubule de la fibre fusiforme.
iv) Constriction secondaire : - Toute constriction autre que la constriction primaire est appelée constriction secondaire. Ils aident à l'organisation du nucléole et synthétisent l'ARNm.

v) Chromatide et chromonème : C'est l'un des brins identiques du chromosome se développant au cours de sa réplication. À leur stade précoce de condensation, les chromatides sont appelées chromonèmes.
Le chromonème est le site où l'ADN reste en pack.
vi) Chromomère : Les chromomères sont des structures en forme de billes pouvant être colorées disposées le long du chromosome. Au début de la prophase de la mitose et de la méiose, les chromomères sont présents. Dans la structure chromosomique, ils apparaissent sous la forme d'un collier de perles, où les perles semblables aux chromomères sont attachées à un fil interchromomère. Le chromomère est le composant structurel du chromosome mais ne représente pas réellement les gènes.
vii) Télomères : Les télomères sont l'extrémité terminale des chromosomes. Ils sont formés d'hétérochromatine et contiennent de l'ADN répétitif, reste associé à l'enveloppe nucléaire. Les télomères confèrent une polarité aux chromosomes et empêchent la jonction des fragments chromosomiques et associés à la production de l'enzyme téloméréase.
viii) Satellite: Le satellite est le corps d'hétérochromatine en forme de bouton rond terminal au-delà de la constriction secondaire d'un chromosome. Sa forme et sa taille sont constantes dans un chromosome et son diamètre est le même que celui de la chromatide. Par un fin filament de chromatine, le satellite est relié à la chromatide. Il n'y a pas de fonction spécifique d'un satellite mais c'est juste une caractéristique morphologique de la structure chromosomique.


Résultats

Pour examiner la composition en chromatine des chromosomes artificiels humains, nous avons utilisé un panel de chromosomes artificiels formés après transfection avec des vecteurs contenant soit des séquences alpha-satellites du chromosome synthétique 17 (D17Z1) ou du chromosome X cloné (DXZ1) [12, 14]. Chacun des chromosomes artificiels testés contient un de novo centromère assemblé à partir de l'ADN transfecté, ainsi qu'au moins une copie d'un gène fonctionnel utilisé comme marqueur sélectionnable. Ensemble, ce panel de chromosomes artificiels permet d'examiner la nature de l'hétérochromatine et de l'euchromatine assemblées sur les séquences d'ADN transfectées. La stabilité mitotique élevée et de novo composition de chromosomes artificiels générés à partir de D17Z1 (17-E29, 17-D34 et 17-B12) ou DXZ1 (X-4 et X-5) ont été décrites [12, 14]. Comme mesure plus directe des erreurs de ségrégation chromosomique artificielle, nous avons utilisé un test qui permet aux cellules de subir une anaphase mais ne peut pas terminer la cytokinèse [14]. Utilisation de la fluorescence in situ l'hybridation (FISH), les produits de ségrégation des chromosomes artificiels et de l'hôte peuvent être mesurés et les défauts de non-disjonction ou de retard de l'anaphase enregistrés.

Dans X-4 et X-5, les chromosomes artificiels se sont mal séparés dans 1,8 % et 2,4 % des cellules, respectivement ([14] et tableau 1). Des analyses similaires d'erreurs de ségrégation chromosomique artificielle dans 17-B12 ont révélé qu'elles étaient mal ségrégées dans 2,4 % des cellules (tableau 1). Ce taux d'erreur de ségrégation est comparable à celui trouvé pour la majorité des autres chromosomes artificiels humains précédemment caractérisés [14]. Les chromosomes artificiels en 17-E29 et 17-D34 ont des efficacités de ségrégation correspondant à plus de 99,9 % par division cellulaire, en utilisant des analyses de métaphase [12]. À titre de comparaison, nous avons également examiné une lignée cellulaire supplémentaire, 17-C20, qui contient des chromosomes artificiels à base de D17Z1 hautement mitotiquement instables. Dans 17-C20, le nombre de copies de chromosomes artificiels était élevé (en moyenne 4,7 par cellule) et les chromosomes artificiels ont été perdus de la population cellulaire par 30 à 40 jours de culture sans sélection, bien qu'ils contiennent à la fois interne (CENP-A) et externe (CENP- E) protéines kinétochores (données non présentées). Dans le test d'anaphase, 12,2 % des chromosomes artificiels dans 17-C20 étaient mal ségrégés (à 12 jours sans sélection) et le défaut prédominant était le décalage anaphasique (tableau 1). Les tailles des chromosomes artificiels contenant D17Z1 étaient basées sur la comparaison de l'intensité du signal sur la matrice D17Z1 d'environ 3 Mb sur le chromosome 17 aux intensités sur les chromosomes artificiels en utilisant des analyses FISH avec une sonde D17Z1 (tableau 2 voir également les figures 2 et 3 dans [12 ]). Les chromosomes artificiels qui avaient des intensités de signal plusieurs fois inférieures à celles des signaux D17Z1 endogènes ont été estimés à une taille de 1 à 3 Mb, tandis que les chromosomes artificiels qui produisaient des signaux similaires ou plusieurs fois plus intenses que ceux des puces D17Z1 endogènes ont été estimés à être dans la plage de taille de 3 à 10 Mo. Des comparaisons similaires des intensités de signal sur les chromosomes artificiels à base de DXZ1 avec celles des signaux DXZ1 de l'hôte ont été utilisées pour estimer les tailles des chromosomes artificiels humains à base de DXZ1 (tableau 2 et données non présentées). Les propriétés des chromosomes artificiels utilisés dans la présente étude sont résumées dans les tableaux 1 et 2.

La variation des niveaux de facteurs associés à l'hétérochromatine est en corrélation avec la taille artificielle des chromosomes

Pour tester si les chromosomes artificiels humains étaient capables de former de l'hétérochromatine, nous avons d'abord examiné plusieurs marqueurs établis de l'hétérochromatine sur le panel de chromosomes artificiels. L'immunofluorescence indirecte avec un anticorps reconnaissant l'histone H3 modifiée par triméthylation au niveau de la lysine 9 et de la lysine 27 (H3TrimK9/K27) a été appliquée aux propagations en métaphase. La méthylation des lysines sur ces sites a été associée à la formation de chromatine répressive, y compris l'hétérochromatine péricentrique dans les cellules de souris [32, 51-53, 59, 60]. Comme le montrent les figures 1a et 1b, les petits chromosomes artificiels à base de D17Z1, dont la taille est estimée entre 1 et 3 Mb (tableau 2), ne se colorent pas de manière détectable avec l'anticorps H3TrimK9/K27, contrairement aux régions centromériques du chromosomes humains naturels qui se colorent, dans certains cas intensément, avec cet anticorps. D'autre part, des chromosomes artificiels plus gros, estimés à une taille comprise entre 3 et 20 Mb (tableau 2), se sont fortement colorés pour les modifications H3TrimK9/K27 (figure 1c-g), souvent à des niveaux supérieurs à ceux de nombreuses régions centromériques endogènes. (Figure 1g). Il est clair qu'au moins de grandes quantités de satellites alpha transfectés sont capables de s'assembler en hétérochromatine dans le contexte de chromosomes artificiels humains. Il n'est pas possible d'évaluer si les petits chromosomes artificiels sont vraiment négatifs pour ce marqueur de l'hétérochromatine ou s'ils n'assemblent que de petites quantités d'hétérochromatine en dessous du niveau de détection. Néanmoins, ils ont clairement assemblé beaucoup moins de cette hétérochromatine épigénétiquement modifiée qu'il n'en existe dans les 17 régions centromériques endogènes pertinentes (Figure 1).

L'hétérochromatine se forme sur les chromosomes artificiels d'une taille comprise entre 3 et 20 Mb, mais est épuisée sur les chromosomes artificiels plus petits d'environ 1 à 3 Mb. L'immunofluorescence indirecte utilisant un anticorps qui reconnaît la modification de l'histone H3 par triméthylation au niveau de la lysine 9/lysine 27 (H3TrimK9/K27) (signal rouge) a démontré que ces marqueurs d'hétérochromatine ne sont pas détectables sur les plus petits chromosomes artificiels à base de D17Z1 (pointes de flèche) dans les lignées (une) 17-D34 et (b) 17-E29, mais sont facilement détectables sur les plus grands chromosomes artificiels basés sur D17Z1 et DXZ1 (pointes de flèche) comme indiqué dans les lignes (c) 17-B12, (ré) 17-C20, (e) X-4 et (F) X-5. Les flèches indiquent les régions centromères du chromosome 17 (a-d) ou les régions centromères de l'hôte X (e, f). Les séquences de l'hôte D17Z1 étaient généralement colorées positivement pour H3TrimK9/K27 dans la plupart des propagations (flèches en a-d). Il était difficile de détecter le signal du centromère X (par exemple, flèche en (e)) mais dans environ 30% des écarts, il y avait un signal clairement positif comme indiqué par la flèche en (f). (g) La variation des niveaux de H3TrimK9/K27 dans les régions du centromère de l'hôte est illustrée dans une plus grande zone de la propagation illustrée en (c): les chromosomes artificiels sont indiqués par des pointes de flèche les flèches pointent vers les signaux toujours fortement positifs sur le bras long du chromosome Y (Yq) . Les estimations de la taille des chromosomes artificiels sont répertoriées dans le tableau 2. La confirmation des chromosomes artificiels et des régions centromères de l'hôte pertinentes a été déterminée par des analyses FISH avec des sondes alpha-satellites appropriées (données non présentées).

Dans une approche parallèle, nous avons examiné la distribution de HP1α dans quatre lignées contenant des chromosomes artificiels à base de D17Z1. Chaque lignée a été transfectée de manière stable avec une forme marquée par l'épitope Myc de HP1α (voir Matériels et méthodes) pour permettre la détection de HP1α à l'aide d'un anticorps anti-Myc. Les chromosomes artificiels plus petits se coloraient très faiblement (à un niveau similaire à celui de la coloration sur les bras des chromosomes euchromatiques), bien en deçà des niveaux de HP1α détectés dans la région centromérique du chromosome 17 endogène (Figure 2a,b). Comme on le voit avec l'anticorps H3TrimK9/K27, les plus gros chromosomes artificiels se sont fortement colorés pour HP1α (Figure 2c,d), à des niveaux comparables à ceux du chromosome 17 endogène. L'intensité de la coloration HP1α-Myc était variable dans les régions centromères humaines endogènes (figure 2d) des résultats similaires ont été obtenus en utilisant un anticorps anti-HP1α primaire (données non présentées). Cela contraste avec la quantité de CENP-A, qui semble être présente à des niveaux constants dans tous les centromères humains normaux [61] et les chromosomes artificiels testés (Figure 2d) [12, 13, 58]. Notamment, le signal CENP-A est localisé dans un sous-domaine discret au sein des plus grands chromosomes artificiels, tandis que HP1α couvre une zone beaucoup plus grande du chromosome artificiel (Figure 2d). Cela suggère que HP1α peut être un marqueur de l'hétérochromatine péricentromérique généralisée qui flanque le satellite alpha associé au kinétochore du centromère fonctionnel, plutôt qu'un marqueur du centromère fonctionnel en soi. Un tel modèle [2, 3] est également cohérent avec l'observation que les petits chromosomes artificiels, qui contiennent peu ou pas d'hétérochromatine flanquante, ne contiennent pas des niveaux élevés de HP1α (Figure 2a, b Tableau 2).

Détection de HP1α sur des chromosomes artificiels à base de D17Z1. (un d) Lignées cellulaires exprimant de manière stable une forme de HP1α marquée par Myc. HP1α a été détecté à l'aide d'un anticorps anti-Myc (rouge). Les chromosomes artificiels (environ 1-3 Mb indiqués par de petites flèches) en lignes (une) 17-D34-1.A2 et (b) 17-E29-1.C23 présentent une faible coloration HP1α à un niveau similaire à la coloration générale du bras. Chromosomes artificiels plus gros (petite flèche 3-10 Mb) en lignes (c) 17-C20-1.B22 et (ré) 17-B12-1.B10 se colorent fortement pour HP1α. Les inserts dans (a-c) montrent des chromosomes artificiels colorés au DAPI (bleu) ou HP1α (rouge). Les régions du centromère hôte 17 sont indiquées par les grandes flèches dans (a-c). En (d), la coloration simultanée pour CENP-A (vert) montre que CENP-A est limité à une partie du chromosome artificiel (flèches) alors que le signal HP1α recouvre l'ensemble du chromosome artificiel. Contrairement à CENP-A, qui est présent à des niveaux comparables sur tous les chromosomes artificiels testés [12,13,58] et les kinétochores de l'hôte [61], les niveaux de coloration HP1α sont plus variables dans les régions centromères de l'hôte (d).

L'euchromatine se forme sur des chromosomes artificiels

Pour leur utilisation potentielle en tant que vecteurs de transfert de gènes ou en tant que véhicules généraux adaptés à l'interrogation de la fonction du génome, les chromosomes artificiels humains doivent également être capables de former de l'euchromatine pour soutenir l'expression des gènes. En effet, on pourrait émettre l'hypothèse qu'au moins de petites quantités de chromatine transcriptionnellement active doivent se former pendant la formation artificielle des chromosomes pour permettre l'expression du ou des gènes marqueurs sélectionnables contenus sur les constructions transfectées [10, 12, 14]. Il a déjà été montré à l'aide de méthodes immunocytochimiques [62, 63] que la méthylation de l'histone H3 au niveau de la lysine 4, une modification épigénétique associée à la chromatine transcriptionnellement permissive [64-66], est généralement enrichie sur les autosomes et épuisée au niveau du chromosome X inactif réprimé et régions centromères humaines.

Comme test de formation de chromatine permissive sur des chromosomes artificiels, nous avons coloré les propagations en métaphase avec un anticorps qui reconnaît l'histone H3 diméthylée au niveau de la lysine 4 (H3DimK4). Tous les chromosomes artificiels testés se sont colorés positivement pour les modifications H3DimK4 (Figure 3a-f Tableau 2). En revanche, les régions centromériques endogènes étaient épuisées pour la coloration H3DimK4, bien que, comme indiqué ci-dessus pour les marqueurs de la formation d'hétérochromatine, cet épuisement puisse refléter l'état de l'hétérochromatine environnante, plutôt que celui du centromère fonctionnel en soi.

La chromatine transcriptionnellement compétente est présente sur les chromosomes artificiels. La diméthylation de la lysine 4 sur l'histone H3 (H3DimK4) a été visualisée à l'aide d'un anticorps contre H3DimK4 (rouge). Cette marque d'euchromatine a été détectée sur tous les chromosomes artificiels (pointes de flèches) générés soit à partir de D17Z1 dans les lignées (une) 17-D34, (b) 17-E29, (c) 17-B12 et (ré) 17-C20, ou DXZ1 en lignes (e) X-4 ou (F) X-5. Les régions centromères de l'hôte étaient généralement épuisées pour H3DimK4, comme indiqué par les flèches pointant vers les régions centromères du chromosome 17 (a-d) et du chromosome X (e, f).

Des analyses structurelles antérieures de chromosomes artificiels indiquent qu'ils sont constitués de multimères d'ADN d'entrée disposés en blocs d'ADN alpha-satellite entrecoupés de séquences vectorielles [7, 11, 12]. Cette organisation structurelle est cohérente avec la présence de plusieurs gènes marqueurs sélectionnables et diffère des grands blocs ininterrompus d'ADN alpha-satellite trouvés dans tous les centromères humains qui sont généralement sous-représentés pour cette marque de chromatine active (Figure 3). Étant donné que les chromosomes artificiels mitotiquement stables peuvent avoir de la chromatine permissive ainsi que répressive, ces données suggèrent que cette configuration de la chromatine ne perturbe pas de manière significative la fonction du centromère mitotique.

Deux modes de synchronisation artificielle de la réplication des chromosomes

Alors que les déterminants génomiques des origines potentielles de la réplication de l'ADN dans le génome humain, ainsi que de leur calendrier de réplication pendant la phase S, ne sont toujours pas bien compris, le paradigme généralement accepté est que les séquences exprimées se répliquent dans la première moitié de la phase S, tandis que les séquences non exprimées se répliquent dans la seconde moitié [67]. Conformément à ce schéma, l'ADN alpha-satellite, ainsi que l'hétérochromatine constitutive (telle que celle trouvée sur le bras Yq), se répliquent entre le milieu et la fin de la phase S [54, 55, 68, 69]. Dans la présente étude, nous avons demandé si les chromosomes artificiels à base de D17Z1 se répliquent en même temps que l'ADN alpha-satellite du chromosome 17 endogène. Pour déterminer le temps de réplication, les cellules non synchronisées ont été pulsées avec de la bromodésoxyuridine (BrdU) pendant 2 heures, suivies d'une chasse à la thymidine pendant des durées variables avant de récolter les cellules en métaphase (voir Matériels et méthodes). La détection de l'incorporation de BrdU aux sites de réplication de l'ADN a été réalisée en utilisant une immunofluorescence indirecte avec un anticorps anti-BrdU sur des étalements en métaphase.

Bien qu'il y ait eu un chevauchement entre les modèles de synchronisation de la réplication artificielle des chromosomes et ceux des régions du centromère de l'hôte au cours de la phase S moyenne (tableau 3), nous avons trouvé deux modes de synchronisation de la réplication artificielle des chromosomes. Les chromosomes artificiels enrichis en hétérochromatine (17-B12 et 17-C20 voir tableau 2) ont commencé la réplication au milieu de la phase S (2-4 heures dans la phase S) et ont terminé la réplication en 6 heures dans la phase S (Figures 4 et 5c Tableau 3) . En revanche, les chromosomes artificiels appauvris en hétérochromatine (17-D34 et 17-E29 voir tableau 2) ont commencé à se répliquer dans les 2 premières heures de la phase S (phase S précoce) et leur réplication s'est terminée au bout de 4 heures dans la phase S (Figure 5a ,b Tableau 3). Que ces différences soient caractéristiques de chaque chromosome artificiel particulier est suggérée par l'observation que, dans toutes les lignées, lorsque plusieurs chromosomes artificiels étaient présents dans une cellule donnée, ils sont fréquemment répliqués de manière synchrone (Figures 4c et 5a,c). A partir de ces données, il est tentant de proposer que la présence de grandes quantités d'hétérochomatine dans les plus gros chromosomes artificiels peut avoir influencé le calendrier de réplication sur ces chromosomes artificiels et favorisé un décalage vers plus tard dans la phase S.

Calendrier de réplication des chromosomes artificiels humains dans la lignée 17-B12. Détection de BrdU (rouge) dans les cellules qui ont été bloquées avec du colcemid en mitose à la suite d'impulsions de BrdU pendant la phase S (voir Matériels et méthodes). Les emplacements des chromosomes artificiels (les petites flèches agrandies des chromosomes artificiels sont indiqués dans les encarts) et du chromosome 17 (grande flèche) dans chaque propagation ont été confirmés par des analyses FISH à l'aide d'une sonde D17Z1 (données non présentées). (un d) Images de différentes périodes en phase S. (a) Au début de la phase S, à 0-2 h, les deux chromosomes artificiels présents dans cette propagation ne se répliquent pas. Une certaine incorporation de BrdU sur le chromosome 17 est détectable. (b) Au milieu de la phase S, à 2-4 h, deux des quatre chromosomes artificiels se répliquent. (c) Plus tard, à 4-6 h, les trois chromosomes artificiels sont répliqués de manière coordonnée. Une certaine incorporation de BrdU dans les bras du chromosome 17 est détectable. (d) À la fin de la phase S, à 6-8 h, les chromosomes artificiels ne se répliquent pas. La région du centromère sur le chromosome 17 se réplique (grande flèche). En raison de la composition de séquence riche en A du satellite III sur Yq, BrdU est préférentiellement incorporé dans un brin, produisant un motif de coloration asymétrique sur Yq (têtes de flèches) [84].

Calendrier de réplication dans différents chromosomes artificiels humains. (a-c) Détection de BrdU (rouge) sur des chromosomes artificiels (petites flèches version plus grande dans les inserts). (a) Au milieu de la phase S, à 2-4 h, deux chromosomes artificiels de la lignée 17-D34 sont BrdU positifs. (b) Le chromosome artificiel de la lignée 17-E29 se réplique au début de la phase S, dans la période 0-2 h. (c) Au milieu de la phase S (2-4 h), trois chromosomes artificiels sont répliqués de manière coordonnée dans cette propagation à partir de la ligne 17-C20. Les images présentées proviennent de la première moitié de la phase S et, comme prévu, Yq (pointe de flèche) ne se réplique pas pour le moment.


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Résumé

Il a été récemment suggéré que les niveaux de variation observés au niveau des loci microsatellites peuvent être utilisés pour déduire des modèles de sélection dans les génomes et pour évaluer l'histoire démographique. Afin d'évaluer la faisabilité de ces suggestions, il est nécessaire de savoir comment les niveaux de variation au niveau des loci microsatellites devraient fluctuer en raison simplement de la stochasticité dans les processus de mutation et d'hérédité (échantillonnage génétique). Ici, nous utilisons des propriétés récemment dérivées du modèle de mutation par étapes pour placer des intervalles de confiance autour de la variance du score de répétition attendue à l'équilibre mutation-dérive et décrire un test statistique pour savoir si une valeur observée diffère significativement de l'attente. Nous développons également des intervalles de confiance pour l'évolution dans le temps de l'accumulation de la variation après une élimination complète de la variation, telle qu'elle pourrait être causée par un balayage sélectif ou un goulot d'étranglement extrême de la population. Nous appliquons ces méthodes à la variation observée au niveau des microsatellites spécifiques de l'Y humain. Bien qu'un certain nombre d'auteurs aient suggéré la possibilité d'un balayage très récent, nos analyses suggèrent qu'il est peu probable qu'un balayage ou un goulot d'étranglement extrême se soit produit au cours des 74 000 dernières années environ. Pour générer ce résultat, nous utilisons un taux de mutation récemment estimé pour les loci microsatellites de 5,6 x 10(-4) ainsi que la variation observée aux loci microsatellites autosomiques pour estimer la taille effective de la population humaine. Cette estimation est de 18 000, ce qui implique un nombre effectif de 4 500 chromosomes Y. Une conclusion générale importante qui ressort de cette étude est que pour rejeter l'équilibre mutation-dérive à un ensemble de loci microsatellites liés, il est nécessaire d'avoir un nombre déraisonnablement grand de loci à moins que la variance observée soit bien inférieure à celle attendue à la dérive mutation équilibre.


Statut des assemblages préliminaires actuels du génome

Des assemblages préliminaires pour alligator et crocodile sont disponibles. L'assemblage pour alligator utilise en outre les informations d'une couverture physique 120×, la bibliothèque de paires de paires Illumina 1,5 kbp. L'assemblage de crocodile actuel a été généré avec une couverture de 80× à partir d'une bibliothèque Illumina de 380 pb à extrémités appariées. Les statistiques pour la longueur et la contiguïté de ces deux assemblages sont présentées dans le tableau 1. Ces statistiques d'assemblage sont comparables à celles d'autres assemblages à un stade précoce. de novo assemblages utilisant des données de lecture courtes [7, 70].

Pour obtenir des estimations précoces du contenu TE potentiel, nous avons analysé les assemblages actuels à l'aide de RepeatMasker et d'une bibliothèque de répétition personnalisée. La bibliothèque se composait de tous les ET de vertébrés identifiés dans RepBase [71] et d'un ensemble d'ET potentiels identifiés en appliquant RepeatScout [72] aux données brutes 454 et aux assemblages actuels (D. Ray, données non publiées). Conformément aux études antérieures [59, 73, 74], une grande partie du contenu répétitif du génome comprend des rétrotransposons à répétition terminale non longue (non LTR) de la famille CR1 (Figure 3). Il existe également une teneur élevée en éléments transposables à répétition inversée miniature (MITE) de type Chompy [75], rétrotransposons Penelope, anciens éléments répétitifs courts intercalés (SINE) et régions satellites/faible complexité. Globalement, 23,44 % des assemblages du génome de l'alligator et 27,22 % des assemblages du génome du crocodile sont annotés comme répétitifs contre 50,63 % observés chez l'homme. Ainsi, cette analyse préliminaire fournit une preuve supplémentaire que ces génomes reptiliens pourraient être plus faciles à assembler que les génomes mammifères typiques en raison de leur teneur en répétition plus faible.

La taille des différentes familles de répétitions classées dans nos assemblages actuels d'alligators et de crocodiles. Malgré plus de bibliothèques d'inserts longue distance pour l'alligator, plus de répétitions ont été trouvées dans l'assemblage de crocodile. Cela suggère fortement que les crocodiles ont plus de répétitions que les alligators, et peut-être que la différence deviendra encore plus frappante à mesure que l'assemblage des crocodiles s'améliorera.

Nous avons également examiné le contenu du GC dans les assemblages (Figure 4). Les alligators et les crocodiles semblent avoir une teneur moyenne en GC plus élevée que de nombreux autres vertébrés. De plus, leur grand écart type dans la teneur en GC à travers les contigs est similaire à celui des oiseaux et des mammifères, ce qui suggère que leur composition de base est hétérogène et contient probablement des isochores riches en GC. Ceci est différent de la situation chez le lézard (Anolis) et grenouille (Xénope), qui manquent d'isochores forts basés sur des analyses de données génomiques [76], ou la tortue Trachemys scripta, qui semble manquer d'isochores forts sur la base des analyses des gènes exprimés [77]. Cependant, ces résultats sont cohérents avec les analyses précédentes des EST qui suggéraient l'existence d'isochores riches en GC dans le génome de l'alligator [62, 77]. Ainsi, ces données sur le génome du crocodilien étendent les résultats des analyses précédentes et confirment la nature à l'échelle du génome de l'hétérogénéité du contenu en GC chez le crocodilien. Nous nous attendons à ce que les assemblages améliorés du génome des crocodiliens éclairent davantage les détails de la structure des isochores chez les reptiles.

La distribution de la proportion de GC à travers plusieurs espèces. Notez que les alligators et les crocodiles ont une proportion globale de GC plus élevée que de nombreux autres vertébrés, comme prédit par les premiers scans BAC-end [42]. Abréviation : écart type SD.


LA FONCTION CHROMOCENTRE EST-ELLE UNIVERSELLE ?

Nous avons présenté l'hypothèse que l'ADN satellite péricentromérique médie la formation du chromocentre, qui fonctionne pour encapsuler l'ensemble complet des chromosomes dans un seul noyau. Compte tenu de l'ubiquité de l'ADN satellite, nous postulons que la formation et la fonction du chromocentre pourraient être un mécanisme universel conservé chez de nombreuses espèces.

Cette hypothèse conduit à quelques spéculations qui peuvent fournir des informations supplémentaires sur la biologie du chromocentre. Premièrement, dans certains cas, les chromosomes eucaryotes semblent être complètement dépourvus d'ADN satellite (par exemple, le chromosome 11 du cheval, le chromosome 12 de l'orang-outan) (Wade et al. 2009 Piras et al. 2010 Locke et al. 2011) soulevant la question de savoir si/comment ces chromosomes peuvent être incorporés dans des chromocentres. Fait intéressant, un rapport récent a montré que les répétitions en tandem dérivées d'éléments transposables (TE) sont un composant des chromocentres de souris (Kuznetsova et al. 2016). Les séquences dérivées de TE sont abondantes, hétérochromatinisées et généralement dispersées dans tous les chromosomes eucaryotes (Saksouk et al. 2015 Nishibuchi et Déjardin 2017), y compris l'hétérochromatine péricentromérique, où elles sont présentes dans des îlots complexes au sein de grandes étendues d'ADN satellite (Sun et al. 1997, 2003 ). De plus, l'ADN satellite est dérivé d'éléments transposables dans certains cas (Heikkinen et al. 1995 Kapitonov et al. 1998 Kidwell 2002). La reconnaissance des répétitions dérivées de TE ou de leur nature hétérochromatique peut aider à la formation de chromocentres, en médiant éventuellement l'incorporation de chromosomes satellites sans ADN dans les chromocentres. Ainsi, les chromosomes dépourvus d'ADN satellite typique pourraient toujours participer à la formation de chromocentres via leurs TE résidents. Also, if TE-derived sequences indeed function to mediate chromocenter formation, it may force us to reconsider the biological status of TEs: instead of pure parasites, they may be symbionts of eukaryotic genomes.

The hypothesis that pericentromeric satellite DNA may be a critical component of chromosomes to ensure its maintenance leads to another interesting consideration. Generally, repetitive sequences are thought to be inherently unstable because of sporadic loss of copy number caused by intrachromatid recombination (Charlesworth et al. 1994 Stephan and Cho 1994). If satellite DNA were a critical structural component of the chromosome, it would have to be actively maintained. This is consistent with the fact that satellite DNA shows little within-species variation in the genomes of Drosophile species despite its potential instability (Bosco et al. 2007). Strikingly, it has been shown that satellite DNA can expand in cancer cells (Bersani et al. 2015). Although it was regarded as an “abnormality” of cancer cells, it might reflect the acquired immortality of cancer cells. Similar to the telomere maintenance mechanism, which is confined to immortal cells (germ cells, some somatic stem cells, and cancer cells), maintenance (expansion) of satellite DNA may be a privileged process that can only occur in immortal cells.


Which X Chromosome Becomes the Barr Body?

It is totally random which chromosome becomes inactivated, but within any particular cell, the inactivated X chromosome remains inactive for the cell’s whole life. Furthermore, the same chromosome will be inactive in all the cells that descend from the original one, and, needless to say, the same applies to the active X chromosome. Therefore, there’s only ever one active X chromosome in any given cell, but it varies which X chromosome it is. For that reason, the number of Barr bodies is always one less than the total number of X chromosomes. This is true even when an individual has a mutation that has led to the presence of extra X chromosomes, as in the case of syndrome de Klinefelter in males, where an extra X chromosome is found in all cells.


B chromosomes: from cytogenetics to systems biology

Though hundreds to thousands of reports have described the distribution of B chromosomes among diverse eukaryote groups, a comprehensive theory of their biological role has not yet clearly emerged. B chromosomes are classically understood as a sea of repetitive DNA sequences that are poor in genes and are maintained by a parasitic-drive mechanism during cell division. Recent developments in high-throughput DNA/RNA analyses have increased the resolution of B chromosome biology beyond those of classical and molecular cytogenetic methods B chromosomes contain many transcriptionally active sequences, including genes, and can modulate the activity of autosomal genes. Furthermore, the most recent knowledge obtained from omics analyses, which is associated with a systemic view, has demonstrated that B chromosomes can influence cell biology in a complex way, possibly favoring their own maintenance and perpetuation.

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Voir la vidéo: SATELLITE CHROMOSOMES (Mai 2022).